实验十三小鼠体内生物分布实验.docVIP

实验十三 小鼠体内生物分布实验 一、实验目的 学习小鼠的抓取固定方法、尾静脉注射、小鼠的处死及小鼠的间剖实验等基本技能。 学会动物分布实验的数据处理。 二、实验原理 小鼠的品种和品系很多，是实验动物中培育品系最多的动物。在微生物和各种实验研究中，以小白鼠最为普遍，有英国种、法国种、德国种和瑞士种等，而以瑞士种最著名。目前我国各生物制品、医学研究单位繁育的小白鼠为昆明种，该品系为封闭种群，最早在抗日战争时期从缅甸而来，在云南昆明繁殖，经过多年培育繁殖而成，该品系小鼠体型较大，繁殖力强。 1. 小鼠的抓取固定方法： 　　小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图二）。有经验者直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。 图1 小鼠的抓取与固定 2. 小鼠尾静脉注射练习： 静脉注射时，用小鼠尾静脉注射架固定（图三），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。 图2 小鼠尾静脉注射方法 尾静脉注射时，鼠尾静脉在背侧和腹侧各一根，背侧比较容易固定，多采用。操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张（也可用一米距离外红外灯烤半小时），并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器连4(1/2)号细针头，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射（图四）。 　 图3 小鼠尾静脉注射方法 3. 小鼠的处死： 脊椎脱臼法 　　右手抓住小鼠用力向后拉，同时左手拇指与食指用力向下按住鼠头，将脊髓与脑髓拉断，鼠便立即死亡；如左手拇指与食指放在脊椎第三四节处，鼠下肢瘫痪。 断头法 　　用左手食指和拇指用力按住小鼠鼠头并将小鼠尾巴缠绕在左手无名指和食指间，用力使小鼠无法动弹，此时小鼠颈部出现勒痕，按此勒痕果断将小鼠头部剪掉。若实验需取血，可在此时用吸管快速将血液转移至容器中。 4. 小鼠的解剖实验： 先解剖已处死小鼠的头部，取出完整的脑部； 用镊子夹住小鼠肚皮上的皮毛，用剪刀剪去皮毛下的腹膜，此时可以看到小鼠腹部的脏器，依次完整的取出肝、胆、脾、肾；剪开胸腔与腹腔之间的隔膜，完整的取出胸腔中的肺和心脏；最后取出大腿骨，并在大腿上取一块与心脏大小差不多的肌肉。 三、实验仪器与试剂 主要仪器：放射性活度计, FW2000锝分析仪，天平，1 ml一次性注射器，解剖工具，毛细管，聚酰胺薄片，烧杯等。 主要试剂：Na99mTcO4淋洗液，生理盐水，乙腈，MDP药盒等。 四、实验步骤 将2ml生理盐水注入MIBI药盒，振荡使充分溶解。加入0.3ml约1.1mCi新鲜淋洗的 99mTcO4-溶液，振荡使混合均匀，室温静置15min。以生理盐水-聚酰胺薄膜体系检测标记率。用生理盐水将药物99mTc-MIBI稀释至约200μCi/ml。 取6只约18-20g的昆明小白鼠，尾静脉注射0.1ml(约25μCi)的99mTc-MIBI（放射化学纯度大于90%），分别在注射后5、30、和60 min将小鼠断头处死，取出心、肝、肺和血等组织，称重并用锝分析仪测其放射性计数，计算每克组织的放射性摄取率 XID/g=[(A组织/A注)×100%]/m组织 抓取固定方法、问题讨论 1在做动物体内生物分布实验时需要特别注意哪些事项？ 答：需要注意的事项有： 注射时应排尽注射器内的气泡； 如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射； 注射完毕后，应先用棉花堵住伤口，再拔针，以免药液漏出； 取血时，应避免取到尿液。取一次血，换一个滴管； 血液应尽快称重，以免其挥发后引入误差； 解剖完一个器官后或组织后，应擦拭镊子等器具，以防止上面的残留物影响其他数据。 放射性药物化学基础实