动物实验基本技术(研究生课程)精要.ppt

动物实验中的安全防护 主要是指在实验过程中可能对实验人员造成的危害和对公共环境造成的污染等各种不安全因素进行的防护。包括防火、防毒、防爆、防触电、防辐射、防外伤、防动物咬伤、防动物传染。 实验人员的安全管理 人员安全教育 实验人员的健康管理 以外损伤的防护 实验动物安全管理 人畜共患病的防护 动物健康管理 安全操作技术 注意事项：P205 安全实验室安全制度和管理 P206 第十节 动物实验后废弃物的无害化处理 废弃物主要包括污水、污物、动物尸体 无害化处理 1.污水无害化处理 动物实验室的污水主要来自动物的尿粪液、笼器具洗刷、废弃的消毒液、实验中废弃的试剂液。应有相对独立的污水初级处理设备。 考点：动物实验室的污水来源有哪几方面？ 2.污物无害化处理 原则：专人管理和处理、分类收集。 3.废弃动物及动物尸体无害化处理 废弃动物及动物尸体无害化处理 1.实验结束后，受试动物尚未死亡，应采用安死术处理，并将动物尸体装入专用尸体袋中存放冰柜，按政府有关医疗废物处理的规定进行统一处理和焚烧。 2.如实验过程中怀疑受试动物是因其他疾病死亡，应及时查明原因：动物尸体待消毒处理后装入专用尸体袋中，冷冻存放，同样按政府有关医疗废物处理的规定进行统一处理和焚烧。 谢谢 5、在插管时应将胃管另一端泡在水中 确认没有冒气泡，或胃管另一端接注射器，轻抽注射器，看有是否有胃液，检验是否插入胃，确认到胃，即可用注射器经 胃管注入药液; 灌胃量： 80-150ml／只／次。 注 意：在灌胃过程中， 避免误插入气管。 （二）注射给药 1、皮下注射给药： 原理：将药液注入皮下结缔组织，经 毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。 器材：1m1注射器1支、生理盐水、烧 杯、酒精、碘酒、棉球。 方法步骤： (1)注射部位：颈背部、腋下、腹侧和后肢的皮下 (2)常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐 角角度刺入皮下. (3)将针头轻轻向左右 摆动，易摆动则表示已 刺入皮下，再轻轻抽吸， 如无回血，可缓慢地将 药物注入皮下。 注射量：0.1ml—0.3ml／10g体重。 2.皮内注射 此法用于观察皮肤血管通透性变化或皮肤反应。 注射部位：动物背部 脱毛，用针头平直进入皮内， 注射药液后，皮肤表面鼓起小泡，停片刻拔出针头。 3.肌肉注射给药 原理：将药液注入动物的肌肉组织，经 毛细血管吸收进入血液循环。 器材：1ml注射器1支、生理盐水、烧 杯、酒精、碘酒、棉球。 注射部位：一般选择肌肉丰富而无大血管通过的臀部或大腿外测，回抽无血即可注射。 4.腹腔注射 原理：将药液注入小鼠的腹腔。 器材：注射器1支、生理盐水、烧杯、 酒精、碘酒、棉球。 方法步骤： (1)用左手将小鼠捉持保定，使鼠腹部 朝上，鼠头略低于尾部。 (2)右手持注射器将针头在下腹部靠近 腹白线的两侧进行穿刺。 5.静脉注射给药 （1)大小鼠尾静脉注射 原理：将药液注入小鼠的尾静脉。 器材：1m1注射器1支、生理盐水、烧 杯、金属笼或大小鼠器 、 酒精、碘酒、棉球。 方法步骤： (1)将大小鼠放在金属笼或小鼠固定器 中，通过金属笼或大小鼠固定器的孔拉出鼠尾巴。 (2) 用左手捏住鼠尾巴中下部，用75％ 酒精棉球反复擦拭尾部。 (3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾 两侧，用食指从下面托起尾巴，以无 名指夹住尾巴的末梢。 (4) 右手持4号针头的注射器，使针头与 静脉平行（小于30度角）。 (5) 从鼠尾巴下1／4处进针，仔细观察， 如果无阻力，无白色皮丘出现，说明 已刺入血管，即可注入药物。 (6) 拔出针头后，用干棉球压住注射部位 约l、2min，防止出血。 注射量：小鼠 0.05m1—0.1 m1／10g体重。 大鼠1.0-2.0 m1／100g体重 （2）兔耳缘静脉给药 原理：穿刺兔的耳缘静脉 器材：兔保定架、注射器1支、生理盐水、 烧杯、酒精、碘酒、棉球。 方法步骤： (1) 将兔放在保定架内保定。 (2) 酒精消毒并揉搓血管， 使兔的耳缘静脉充盈。 (3) 用左手食指和中指夹住兔的耳缘静脉 的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指和小指放在耳郭