动物实验的设计-实施.ppt

动物实验设计与实施;第一部分：动物实验设计和实施的基本过程;二、提出假说;三、选择研究材料;四、准备研究方案;实验方法的选定;例：外源基因转染的细胞体内移植研究测定方法： 整体水平：测定体液的生理生化指标 细胞和亚细胞水平：光镜和电镜观察 RNA水平： 原位杂交法测定mRNA RT-PCR法半定量测定RNA表达量 Northern法定量测定。 蛋白水平： 免疫组化与生物体视学结合 Western blotting定量测定 Elisa法测蛋白活性;五、动物实验前的条件准备;实验动物的准备;六、预 实 验;七、实验的详尽方案和实施;实验动物常用的采血方法 尾尖采血：常用于大小鼠，小量采血。可以多次采血。 眼眶静脉丛采血：常用于大小鼠、沙鼠的采血。 摘眼球采血:血量较多，常用于大小鼠、沙鼠 腹主动脉采血：常用于大小鼠、沙鼠， 心脏采血： 兔耳缘静脉或耳中动脉、颈动脉采血 犬：在前肢静脉、后肢小隐静脉采血 猴：可在指尖、足跟、后肢皮下静脉、颈静脉采血 猪：小型猪为耳大静脉、后肢静脉;实验动物各种采血方法的采血量;常用实验动物的最大安全采血量与最小致死采血量;采集体液;尿液的采集;病理取材基本要求 病理检查应分层次进行，先进行一般外观观察，然后剖检观察，再进行光镜详细检查。 通常选择正常与病变交界处组织，即包括病变本身及病变周围组织。 对照组动物相同器官取材时，选材部位应尽量一致。 肉眼看不到明显病变时，各试验组选取标本位置应一致。 所选组织应包括脏器全部层次结构或重要结构，如肾应包括皮质、髓质和肾盂。 体积大和分叶的器官，应视不同组织选取多个部位，小器官可整体取材并固定，如淋巴结、扁桃体、甲状腺等。 胃肠标本应将内容物冲洗掉，以免内容物影响组织的固定，产生自溶。 所取材料应尽量保持肉眼标本的完整性，不宜过厚或过薄，一般厚约3-5mm，大小为1.5-2cm。 切取组织时不要挤压，使用锋利刀具，少用剪刀，勿选用被器械钳压过的部位。 标本取材要熟练，尽可能快的完成整个过程，特别是易自溶的组织，如肠道、脑、腺体等。 剖检记录应客观、详细，用形象描述而不能用诊断的病名来代替。 同一实验中的对照组和实验组动物应交叉剖检，严格统一各种条件和操作，尽量避免各种可能的干扰因素。;“安死术”的概念：即安乐死术，是指以人道的方法处死动物过程。在处死动物的过程中尽量减少动物的惊慌、焦虑，使其安静地、无痛苦地死亡。 安死术的常用方法 颈椎脱位法：是将实验动物的颈椎脱臼，脊髓与脑髓断开，动物无痛苦死亡，大、小鼠最常用。 空气栓塞法：处死兔、猫、犬等较大动物常用此法，兔、猫为20-40ml，犬为80-150ml. 放血法：一次性放出动物大量血液致使死亡，动物安静，痛苦少，脏器无损伤，采集病理切片很有利。可用于小鼠、大鼠、兔、犬等。 断头法：剪刀剪头，大量失血死亡。脏器含血量少，适于采样。 药物法： 药物吸入：吸入有毒气体或挥发性麻醉剂。适用于小鼠、豚鼠等小动物。药物有CO2、CO、乙醚、氯仿等。 药物注射：药物注射致死，适用于豚鼠、兔、犬等较大动物。药物有氯化钾、巴比妥类麻醉剂等。;采用安死术必须符合的标准 死时无惊恐、疼痛表现 。 使其在最短时间内失去意识迅速死亡。 方法可靠且可重复。 对操作人员安全。 采用的方法要与研究要求和目的一致。 对观察者和操作者的情绪影响最小。 对环境的影响最小。 需要的机械设备简单、价廉、易操作。 处死动物地点应远离并与动物房隔开。;实验动物常用的给药方法和途径 一、经口给药 自动口服给药： 灌胃给药: 二、注射给药： 皮下注射给药 皮内注射 肌肉注射给药 静脉注射给药 腹腔注射给药 脑内注射： 椎管内注射： 关节内注射： 淋巴囊注射：蛙类常采用此法 三、其他途径给药（吸入给药等） ;人与实验动物之间药物剂量的换算;常用药物的最大给药量;麻醉方法：全身麻醉和局部麻醉，通常通过吸入和注射（静脉、皮下、肌肉、腹腔）途径。 常用麻醉药物：乙醚（吸入），戊巴比妥钠、硫贲妥钠、氯胺酮（静脉），普鲁卡因、利多卡因（局麻）;麻醉注意事项;八、评估和报告;实验动物：遗传背景、品种品系（近交系、封闭群或是其它特殊遗传质量控制）和正确的命名、模型的制作、动物的年龄、性别、体重、微生物控制等级等。 动物实验条件：实验设施的类型、温度、湿度、气流、光照、笼具类型、饲养密度、垫料、运输和喂养的时间等。 营养：饲料（包括厂商、成分、配方、灭菌、质量控制方案等）、采食情况（自由采食、限制饮食还是二者兼有）、饮水情况（自由饮水、自动化供应、瓶装、消毒、水质）。 实验程序：化学物质、药品（剂量、厂商、纯度、添加剂）、实验持续时间、生理状况、给药途径、样本的采集、麻醉方法、安乐死方法、标本的采集处理和组织器官的保存等。