实验动物讲义.ppt

实验1 基本技能操作 一 实验动物的抓取固定方法 1小鼠的抓取固定方法 抓取：不要激惹，可单手、双手 固定：鼠板（蜡板）和固定器两种 2 大鼠的抓取固定方法 抓取：戴防护手套：帆布或硬皮质的（否则狂犬疫苗） 方法一同小鼠 方法二:腋下，拇指抵下颌骨，掌心握身体中段 固定同小鼠 3 豚鼠的抓取固定方法 豚鼠性情温和，胆小易惊，一般不易伤人。1拇指和食指环扣其颈部，另一手托臀部；2另外可用布袋固定。 4 兔的抓取固定方法 抓取：右手从头前部把两耳压于手掌内，将颈部的毛连同皮一起提起；左手托住臀部。 注意：不可只抓两耳，会损伤的。 固定：常用两种 盒式固定：常用于兔脑内和耳血管的操作； 台式固定：常用于测量血压、呼吸、静脉采血；一般麻醉后用。 5 狗 将其嘴用绳捆绑后绕至颈后固定系好 二 实验动物编号标记方法 为了观察每个动物的不同情况，必须进行编号标记。应保证作到号码清楚、耐久、简便、易认和适用。 1颜料涂染 即用化学剂在动物身体明显部位如被毛、四肢等处进行涂染或用不同颜色等来区分各组动物，是实验室最常用、最容易掌握的方法。 常用的编号标记液有： 3%--5%苦味酸溶液 涂染黄色 2%硝酸银溶液 咖啡色（涂后需光照10分钟） 0.5%中性红或品红溶液 红色 煤焦油酒精溶液 黑色 龙胆紫溶液 紫色 2烙印法：不常用 3号牌法：不常用 如狗可用挂牌或背部剪毛或烫毛的方法； 家兔与豚鼠可用号码烙印钳在背部编号； 大小鼠常用3%--5%苦味酸编号，不同部位代表不同数字。 三 实验动物给药途径和方法 1皮内注射：脱毛后进行小泡不会很快消失。如青霉素皮试。 兔、豚鼠和大鼠的注射部位均为背部脊柱两侧的皮肤。注射时针头的孔朝上与皮肤平行刺入皮内（表皮和真皮间），如果小泡不很快消失则证明在皮内。 注射量：小鼠最多不超过0.05ml，豚鼠、大鼠和兔一般为0.1ml。 2皮下注射： 注射针头进入皮下（真皮下），若针头能自由拨动无牵阻，注入注射液后形成小泡，很快消失。或通过后腿肌肉进入皮下注射。 3肌肉注射：大小鼠直接刺入大腿外侧肌肉内，回血无则可推液。兔在臀部。 4腹腔注射：进针方向与腹股沟垂直，无回血回尿即可推液。小鼠头低尾高位。小鼠一般为0.5—1ml, 豚鼠、兔一般为5ml。 5静脉注射： *大鼠小鼠尾静脉注射0.5ml为宜；左右为静脉，上下为动脉；于下1/3处注射，先用45度温水或酒精处理，使血管充盈。 *兔耳缘静脉注射； 6经口给药： *大小鼠：大鼠1-2ml/次，小鼠0.1-0.3ml/10g体重/次 左手持鼠，腹部朝上，头部向上有一个倾斜度；右手持灌胃器，从口角进针，随其吞咽通过食道进入胃内。如果不挣扎，有落空感，说明在胃内；如果挣扎或呕吐，有阻力，不可硬插，进入气管会造成死亡，应重来。 灌胃器的制作方法： 用腰穿的针头，前部略弯，或12号注射针头，头部磨钝或焊成凸沿，针头部大小鼠约长5—7cm。 兔：用木制张口器放入口内，动物即咬住张口器。从小孔中插入15cm长的导尿管，轻、慢地送入食管及胃内。用动物毛在导管口试一下，随呼吸不摆动，不挣扎，即可连接注射器，灌液。 7其他给药途径 呼吸道给药：磨口瓶，插入两根管，如毒气、粉尘、烟雾等 皮肤给药：背部脱毛后涂药，用兔、豚鼠 脊髓腔内给药：兔伏卧位，L7间隙下进针 小脑延髓给药：C1上进针，可用大动物 脑内给药：微生物室常用 直肠内给药：导尿管插入兔肛门 关节腔内给药：注入 实验动物用药量的确定及计算方法 大量实验证明，生物活性物质或药物在动物体内细胞外液中的浓度和作用与体表面积呈平行关系。因此，人与动物之间进行剂量换算，应当按体表面积比值进行换算。 （一）动物给药量的确定 1先用少量小鼠探索一下中毒剂量或致死量，然后取中毒剂量或致死量的1/10—1/15，通过预实验再在动物身上探索；若用大动物如猫、狗等，需在鼠类用量的1/15—1/2范围内探索。 2人与动物用药量的折算： 人类用药量为1时，猫、狗的用量是人的5-10倍，兔、豚鼠的用量是人的15-20倍，大小鼠是人的50—100倍。 动物体表面积越小，用药量越大。 3确定剂量后，如果第一次实验的作用不明显，动物也无中毒表现（体重下降