实时荧光定量PCR试验体系的设计与优化.DOC

定量PCR Taqman探针设计要领 自90年代Taqman探针诞生以来，虽然荧光探针（引物）不断有新的技术出现，但是作为一种经典的定量PCR技术，Taqman探针技术仍然是许多实验研究人员进行定量检测的首选，这主要是因为相对于SYBR荧光染料，Taqman探针具有序列特异性，只结合到互补区，而且荧光信号与扩增的拷贝数具有一一对应的关系，因此特异性强灵敏度高，而且条件优化容易；而相对于杂交探针，Taqman探针只要设计一条探针，因此探针设计较便宜方便，而且也能完成基本的定量PCR要求。当然Taqman定量方法由于还是要合成探针，也给实验操作带来了挑战。 一般Taqman定量PCR实验过程为：目的基因查找比对探针与引物设计探针与引物合成配置反应体系反应参数重复实验，优化条件获得曲线数据，比对标准曲线再重复验证。　 第一步：在第一步目的基因查找比对过程中可以利用NCBI genbank序列以及DNAstar等软件完成目的DNA或者RNA的查找与比对——这在分析测序报告的时候相信很多人操作过，这一步需要注意的就是要保证所分析的序列在一个contig（重叠群，即染色体的一些区域中毗邻DNA片段重叠的情况）内。　 第二步：如果其它条件一致，那么这个第二步——引物探针的设计就可以说是定量PCR成败的关键了，通过各方面经验的总结有以下几个基本的原则：总体原则 * 先选择好探针，然后设计引物使其尽可能的靠近探针。* 所选序列应该高度特异，尽量选择具有最小二级结构的扩增片段——这是因为二级结构会影响反应效率，而且还会阻碍酶的扩增。建议先进行二级结构检测，如果不能避免二级结构，那么就要相应提高退火温度。* 扩增长度应不超过400bp，理想的最好能在100-150bp内，扩增片段越短，有效的扩增反应就越容易获得。较短的扩增片段也容易保证分析的一致性。* 保持GC含量在20％和80％之间，GC富含区容易产生非特异反应，从而会导致扩增效率的降低，以及出现在荧光染料分析中非特异信号。* 为了保证效率和重复性，应避免重复的核苷酸序列，尤其是G（不能有4个连续的G）* 将引物和探针互相进行配对检测，以避免二聚体和发卡结构的形成。 　 引物设计原则 * 序列选取应在基因的保守区段* 避免引物自身或与引物之间形成4个或4个以上连续配对，避免引物自身形成环状发卡结构 * 典型的引物18到24个核苷长。引物需要足够长，保证序列独特性，并降低序列存在于非目的序列位点的可能性。但是长度大于24核苷的引物并不意味着更高的特异性。较长的序列可能会与错误配对序列杂交，降低了特异性，而且比短序列杂交慢，从而降低了产量。* Tm值在55－65℃（因为60核酸外切酶活性最高），GC含量在40%－60%* 引物之间的TM相差避免超过2* 引物的3’端避免使用碱基A，引物的3’端避免出现3个或3个以上连续相同的碱基* 为避免的扩增，引物设计最好能跨两个外显子。* Taqman探针技术要求片段长度在50bp－150bp * 引物末端（最后5个核苷酸）不能有超过2个的G和C。 　 探针设计原则 * 探针位置尽可能地靠近上游引物* 探针长度应在15-45bp（最好是20-30bp)，以保证结合特异性* 检测探针的DNA折叠和二级结构* Tm值在65-70，通常比引物TM值高5-10（至少要5），GC含量在40%－70%* 探针的5’端应避免使用G鸟嘌呤——因为5G会有淬灭作用，而且即使是被切割下来还会存在淬灭作用。* 整条探针中，碱基C的含量要明显高于G的含量——G含量高会降低反应效率，这时就应选择配对的另一条链作为探针。* 为确保引物探针的特异性，最好将设计好的序列在blast中核实一次，如果发现有非特异性互补区，建议重新设计引物探针。 　 Taqman MGB 探针设计 * 探针的5’端避免出现G，即使探针水解为单个碱基，与报告基团相相连的G碱基仍可淬灭基团的荧光信号。* Tm值应为65-67。 * 尽量缩短Taqman MGB探针，但探针长度不少于13bp。* 尽量避免出现重复的碱基，尤其是G碱基，应避免出现4个或4个以上的G重复出现。 * 原则上MGB探针只要有一个碱基突变，MGB探针就会检测到(MGB探针将不会与目的片段杂交，不产生荧光信号)。因此，在进行SNP检测时，为了检测到突变子，即Taqman MGB不与目的片段杂交，不产生荧光信号，探针目的片段产生荧光信号检测将探针的突变位点尽量放在中间1/3的地方。注意：为了满足上述要求的4个条件，探针的突变位点可向3’端移动，但突变位点至少在离3’端2个碱基的前方(即必须确保探针的后两个碱基是绝对的保守)，以进行SNP检测。反过来，若要进行同类检测，找的是保守片段区，探针中不应有突变位