脊髓电刺激治疗大鼠脑血管痉挛的实验研究-外科学(神经外科)专业论文.docx

[16]ZhongJ,SagherO.Effectsofspinalcordstimulationoncerebrovascularflow:roleofsympatheticandparasympatheticinnervations[J].NeurosciBull,2006,22(5):261-266.[17]仲骏,SagherO.颈髓电刺激参数对脑血流增加的影响[J].上海医学,2007,(07):520-522.3.第一部分微型植入式脊髓电刺激系统的可行性实验研究3.1引言随着社会卫生条件的提高和老龄化趋势的加快，脑血管病已经成为危害人类生命的三大杀手之一。其中又以脑缺血性疾病为最常见，它的致死率和致残率均很高，到目前为止还没有很好的治疗方法。脑血管痉挛（CVS）是蛛网膜下腔出血（SAH）最严重的并发症之一，其发生率很高，CVS一旦发生，常引起严重的脑组织缺血，成为致死和致残的主要原因。研究证实[1-9]：高位颈段脊髓电刺激（cervicalspinalcordstimulation,cSCS）能明显增加CBF，这有望成为治疗SAH后CVS的一种新方法，为了验证并进一步推广这种新方法，其设备基础SCS系统成为必要条件。于是，SCS系统的研制显得尤为重要。然而，以往实验用的SCS系统由于体积过于庞大（如图1、图2），只能对麻醉状态下的动物进行体外短时程（3h）的电刺激[5]。为了更好地发挥SCS的脑保护效应，就需要尝试进行长时间不间断脊髓电刺激，这样在刺激期间实验动物CBF可能保持持续增加。这对SCS系统提出了更高的要求。图1以前实验用的SCS系统体积过于庞大Fig.1.TheoldSCSsystemistoolarge图2大鼠必须在全麻下进行脊髓电刺激Fig.2.TheratmustbeentireanesthesiaintheexperimentofSCS二十世纪以来科学技术突飞猛进，电子技术在医学中的应用越来越广泛，从较早的心脏起搏器到现在的深部脑刺激电极，充分显示了多学科交叉发展已成为必然趋势。所以，我们与微电子学院合作，研制出了微型可植入实验动物体内的SCS系统（如图3）。SCS系统作为调制神经功能的高科技电子装置，由于具有微创、可控、可调、可逆等优点，同时又不具有类似药物的毒副作用，其在动物实验中的可行性亟需进一步研究。图3改进之后的微型SCS系统Fig.3.Themini-SCSsystemafterimprovement为此，我们进行动物实验以评判其安全性与可行性，为其进一步在实验揭示SCS系统治疗CVS的机制研究中的应用提供设备基础与参考。3.2材料与方法3.2.1实验材料及其分组：实验动物：Sprague-Dawley大鼠，购于上海西普尔-必凯实验动物有限公司，生产许可证号：SCXK（沪）2008-0016。取成年正常SD大鼠20只，雌雄不限，体质量250-300g。所有动物均由专业饲养员饲养，采用自然光照，动物可自由进食进水。实验过程中对动物处置符合动物伦理学标准。硬件设计：微型SCS系统由我们与上海交通大学微电子学院合作设计研制，其结构包括一个电极（植入脊髓背侧硬脑膜）和一个脉冲发生器（释放高频率、低振幅的方波电流)以及连接导线组成[7,10]。脉冲发生器（图3、图4）类圆形，直径约1cm，厚度约4mm，电极间距约2mm，连接导线较柔软，对生物体无明显腐蚀毒害作用。SCS系统的参数由如下仪器进行测定（图5）：美国泰克（Tektronix）TDS1012B-SC学校专用数字示波器。图4微型SCS系统控制电板模式图Fig.4.Theelectroplaxmodeofmini-SCSsystem图5:美国泰克（Tektronix）TDS1012B-SC学校专用数字示波器。Fig.5.ThedigitaloscilloscopeofTektronix3.2.2实验方法植入微型SCS系统于大鼠C2水平脊髓硬膜外：将SD大鼠用10%水合氯醛350mg/kg腹腔注射麻醉，取俯卧位固定，颈部垫高，常规消毒铺巾，取颈部后正中纵行切口，长约3cm，钝性分离椎旁肌肉，暴露C1-C4椎板，探查C2-C3椎间隙，将用绝缘封装材料封装好的微型SCS系统电极经椎间隙正中缓慢置入颈髓硬膜外，用缝合丝线将导线固定于棘突肌肉上，SCS系统的脉冲发生器则置入大鼠后背皮下。逐层缝合切口，待大鼠麻醉苏醒后分别单独饲养，术后庆大霉素腹腔注射防止感染，正常饲养。手术后不同时间点（12h、24h、36h）对存活的大鼠进行行为学测评，并随机选择部分大鼠取出SCS系统，测量电极的参数（电压、频率、波宽）。一般情况观察：术后大鼠自由进食进水，观察大鼠在术后的活动状态以及死亡情况等。微型SCS系统参数变化：分别测试术前（0h）所有微型植入式SCS系统的