动物体液采集.doc

动物体液采集 (一)实验动物尿液的采集 实验动物尿液的采集可分为自然排尿收集法和强制排尿收集法。 1. 大鼠、小鼠、沙鼠的尿液收集 (1)自然排尿法 通常用代谢笼配上粪尿分离漏斗收集尿液。 收集时将大鼠、小鼠、沙鼠装入特制的代谢笼里，笼下放置洁净、干燥的玻璃粪尿分离漏斗，将漏斗与代谢笼的锥形漏斗口连接，侧口接一个150～200ml集尿容器，按试验要求定时收集、量取一定时段的尿液，供进一步实验用。 我们还可根据采尿目的来选择不同的代谢笼，也可根据不同的采尿目的对代谢笼进行适当的改良。 (2)强制排尿法 将大鼠、小鼠、沙鼠固定好后，按压骶骨两侧的腰背部或者轻轻压迫膀胱的体表部位，使其排尿后，将尿液收集到预先准备好的平皿或铝箔容器中。 2. 豚鼠尿液的收集 （1）自然排尿法：使用大鼠或家兔用的代谢笼收集。 （2）强制排尿法：同大鼠、小鼠、沙鼠的收集法。 3. 家兔尿液的收集 (1)自然排尿法 也称留尿法，通常用代谢笼配上粪尿分离漏斗收家兔尿液。收集时将家兔置于兔代谢笼里，笼下放置玻璃的粪尿分离漏斗与代谢笼的锥形漏斗口连接，侧口接一个较大集尿容器收集尿液。或在通常使用的饲养笼下放置收集尿液的容器（金属网或采尿盒等）。 (2)强制排尿法：包括逼尿法和导尿法 （1）逼尿法是一人把家兔抱住，另一人右手由家兔腹腔向下逐渐用力压迫膀胱，逼出尿液。 （2）导尿法则是把家兔仰卧固定于手术台上，先在尿道口周围常规消毒，左手将尿道口充分暴露，且固定之，右手握幼儿导尿管（尖部涂一层凡士林或甘油），顺尿道往里送入，一旦导尿管进入膀胱腔，即见尿液流出，有时无尿流出，可将导尿管适当上下左右转动，见尿流出为此。采集雄性动物时，用一只手握住阴茎，另一只手将阴茎包皮向下拽，暴露龟头的龟裂，使尿道口张开，缓慢将导尿管从外尿道口插入，在尿道括约肌部有少许抵抗感。不要强行插入，轻轻地向膀胱部导入，尿自然导出。采集雌性动物时，外尿道口在阴道前庭的里面，从外面看不到，沿着阴道腹侧的阴蒂在阴道前庭腹侧壁将导尿管的尖端插入，也可以插入尿道口，此后方法同雄性动物。 4. 犬尿液的收集 (1)托盘法收集尿液 待犬下午进食完毕后，撤去饲料关闭饮用水，换上干净无水的笼底托盘。次日晨用吸管吸取托盘中的尿液约1mL，放入5ml的一次性离心管中。 (2)收集管法收集尿液 收集尿液前，收去残留的饲料，关闭饮用水，将笼底板冲洗干净，在盘后放置特制尿液收集管，约4小时后取下尿液收集管，将尿液倒入实验容器中根据需要取用。 (二)实验动物血液的采集 实验动物的采血方法很多，按采血部位不同可分为尾部采血、耳部采血、眼部采血、心脏采血、大血管采血等。选择什么部位与采用何种实验方法，需要根据实验动物种类、检测目的、试验方法而定。一般而言，实验动物血液的总量为55-77mL/kg，单次动物采血量一般应低于实验动物总血量的15%，常见实验动物的采血部位及采血量见表4-2-14。 表4-2-14 实验动物常见采血部位及采血量 部位 采血量 采血前置 小鼠 大鼠 部 分 采 血 尾静脉 0.03-0.05 0.30-0.50 麻醉或不麻醉均可 尾动脉 0.10-0.30 0.50-1.00 足背中静脉 0.10-0.30 眼眶静脉丛 0.05-0.10 0.5-1.0 0.50-0.80 3.00-5.00 全 采 血 颈静脉 0.50-1.00 3.00-5.00 麻醉手术 颈动脉 0.50-1.00 麻醉手术 断头 0.50-1.00 5.00-10.00 麻醉手术 心脏 0.50-0.80 3.00-5.00 麻醉手术 后大静脉 0.50-1.00 2.00-4.00 麻醉手术 腹大动脉 5.00-8.00 麻醉手术 股静脉 麻醉手术 股动脉 麻醉手术 部位 采血量 采血前置 豚鼠 家兔 部分 采血 耳动脉 0.50 5.00-10.00 耳静脉 0.50 2.00-5.00 全 采 血 颈静脉 麻醉手术 颈动脉 80.00-120.00 麻醉手术 断头 麻醉手术 心脏 5.00-10.00 80.00-100.00 麻醉手术 后大静脉 3.00-5.00 麻醉手术 腹大动脉 麻醉手术 股静脉 麻醉手术 颈静脉 3.00-5.00 麻醉手术 引自：中国协和医科大学主编“实验动物技术与管理”（内部教材）42 1. 大鼠、小鼠断头采血 （1）准备好试管并编号，置试管架内。根据实验需要可选用1%肝素钠溶液0.1ml或 0.2%乙二胺四乙酸二钠(EDTA-Na)0.1ml作抗凝剂。 （2）戴上棉纱手套，用左手拇指和食指捉持鼠头部，以手掌握住动物的身体及双前肢，抓牢动物将鼠颈部朝下。 （3