急性毒性试验课件.ppt

. 二、动物品系 实验应选用封闭群动物，如啮齿类的Wistar或Sprague Dewley品系大鼠，非啮齿类的Beagle犬。既易得、易养、易于操作，又接近实际用药人群的基因组成情况。除非有特殊目的，一般不用近亲繁殖的动物。也有认为杂交第一代鼠兼有对药物反应波动少和接近人群基因组成情况的优点而提倡选用的，尚未被普遍接受。由于不同国家、不同实验室的动物经过长期传代，其品系基因已发生了很大的变化，因此长期毒性实验动物必须来源清楚，并有繁殖生产合格证号。 三、动物规格和数量 长期毒性实验一般由雌雄各半、健康无病、检疫合格的动物组成。各组平均体重相似，体重变异不超过20％。对照组动物数，可以与给药组相同，也可按公式计算：对照组动物数：给药组动物数x剂量组数的平方根。 试验周期3个月之内的，啮齿类宜用6—8周龄的大鼠，每组数量不少于20只；非啮齿类可用6—10月龄的犬，每组数量6只；试验周期3个月以上的，啮齿类宜用5、6周龄的大鼠，每组数量应增至30-40只。非啮齿类可用4-6月龄的犬，每组数量6只。确定每组动物数的原则，主要考虑药物毒性致实验动物死亡数，实验中处死动物的批次和实验结束时及停药后观察恢复状况所需能用于统计分析的动物数。 四、饲养条件 (1)通风良好：动物饲养室的换气次数和气流速度能控制在10～15次／h和13—18cm／s较好，目的是利于动物的散热及排除臭气、粉尘和微生物，又不明显影响室内的温、湿度和动物的耗能。 (2)光照规律：因生物节律对动物的反应性有明显的影响，光照会影响动物的生物节律从而影响不同批次之间的毒性对比。大鼠、小鼠应为12h明，12h暗；仓鼠应是14h明，l0h暗。 (3)环境清洁：微生物或寄生虫感染等，均叫能影响毒性试验的结果。有条件者应尽可能选用清洁级、SPF级试验设施。 (4)温、湿度适中且稳定：常温动物在15—33C下，体温波动在1. 5C以内。湿度是种潜热，宜控制在30％—70％。温度、湿度的突然变化，体温虽然变化不大，但并不意味着动物的生理状况未受影响，同样可以导致动物对外环境变化的抵抗力降低，影响毒性实验结果。 (5)室内噪声最好在50dB以下：雌雄分养，不宜拥挤，必要时(如掺饲给药或需精确测定饮食量时)单笼饲养，但要注意单养和群养的动物刘药物的反应是有差异的。各剂量组和对照组的饲养条件应等同。室内饲养另种动物，或其他饲养条件的突然改变，均可引起实验动物应激反应，从而影响毒性实验结果。 (6)食物应清洁，无霉变：食物中的脂肪、蛋白质、碳水化合物等营养成分要符合各种动物的生理需求目恒定，因有时营养成分对药物的毒性也有很大的影响。饮水要洁净，防止病源微生物、重金属或其他有毒物质的污染。 第二节 受试药物 一、药物形式 应与临床试验用制剂完全—致(除可以不含赋形剂外)。三类以下的中药新药复方制剂，体积较大，以不含赋形剂如中药浸膏作受试物为宜。固体制剂灌胃给药，不溶于水的可制成馄悬液。混悬液要均匀，固体物先磨成80目以上的细粉，再加1％左右的羧甲基纤维素钠或10％左右阿拉伯胶助悬，冰箱放置，临用前摇匀，短期内用完，以免受试物活性下降。 二、给药途径和方法 给药途径应尽量与临床一致。口服药物可灌胃或掺饲给药。灌胃给药有血药高峰期：掺饲给药血药浓度波动较小，维持时间较长。静脉注射或肌内注射给药可以肌内注射或皮下注射。腹腔注射时大部分药物依然是首先入肝，因此不能完全代替临床注射给药途径。 皮下注射，大鼠每l00g体重不超过1ml，小鼠为0．1—0．3ml／l0g(体重)。肌内注射，大鼠每腿不超过0．5ml，小鼠每腿不超过0．3ml。注射给药应严格消毒，并需经常变换注射点以减少对局部的刺激，还应考虑药液的酸碱度和渗透压。 灌胃容积，大鼠一般每100g体重1—2ml，小鼠为0．1-0. 3ml／l0g(体重)。犬等大动物常采用口服或掺饲给药。从营养考虑掺饲药量不宜超过摄食量的5％。掺饲给药(掺入饲料或饮水中给药)应有保证摄入规定药量的措施，还应有均匀混合、稳定性及质量检杳等措施。对中药复方制剂很难做到这点，必须掺饲，给药时，采用现喂现掺的方法较好。 长期毒性实验的给药量应根据动物体重的变化不断调整，一般每期称量体重并调整药量1次。各剂量组应采用等容量不同浓度给药。 三、给药分组 (1)应设3个或9个以上的剂量组。高剂量组应有少数动物出现严重毒性反应或死亡(不超过20％)，低剂量组应相当或略高于药效学试验的有效剂而不出现毒性反应，中剂量组在高低剂量组之可以等比关系排列。中药—般毒性较低，体积较大。在即使最大限度提高剂量(技术上能投给的最高剂量)仍不能使动物中毒死亡的